vol. 6 3/2017 Inżynier i Fizyk Medyczny
196
radiologia
\
radiology
artykuł naukowy
\
scientific paper
patologii [3]. Największą uwagę zwraca się na piki odpowiadają-
ce lipidom i mleczanom.
Obecność
lipidów
(Lip, dublet przy
0,9-1,3 ppm
) wwidmie 1H
MRS zdrowego mózgu dorosłego człowieka może być związana
z obecnością „zanieczyszczeń” woksela z przyległych tkanek
tłuszczowych przy niedokładnej lokalizacji VOI [17]. W stanach
patologicznych jest oznaką uszkodzenia błony komórkowej lub
nekrozy (przy nowotworze złośliwym i przerzutach). Stwierdzo-
no, że stężenie lipidów w tkance koreluje z nasileniem martwicy
i różni się w zależności od rodzaju guza i stopnia jego klasyfikacji
nowotworowej. Ponadto obecność lipidów w widmie 1H MRS
odnotowano przy udarze i stwardnieniu rozsianym (MS) [27].
Przy długim TE lipidy są niewidoczne [3].
Również pik odpowiadający
mleczanom
(Lac,
1,33 ppm
) nie
jest widoczny w widmie 1H MRS zdrowego mózgu, ponieważ
mleczany są produkowane w procesie metabolizmu beztleno-
wego [4, 17] i w zdrowej tkance występują w niewielkich ilościach
[12]. W zdrowymmózgu u dorosłego człowieka trudno go wyod-
rębnić, ponieważ daje sygnał na poziomie szumów. Widoczny
pik Lac świadczy o występowaniu metabolizmu beztlenowego,
a zatem niedotlenieniu mózgu, niedokrwieniu lub innych zabu-
rzeniach metabolizmu [3]. Dodatkowo pik Lac pojawia się w wid-
mie 1HMRS w przypadku tkanek o słabej przemianie materii (np.
torbiele, nowotwory z komponentą torbielowatą i martwicze).
W celu oceny obecności mleczanów w tkance stosuje się czas TE
z zakresu 135-144 ms, ponieważ wtedy następuje inwersja pików
Lac, przez co piki te są widoczne na spektogramie poniżej linii
bazowej [6, 25, 34], a nie są przysłonięte przez szumy.
Oprócz wyżej opisanych metabolitów za pomocą techniki
1H MRS możliwa jest ocena szeregu innych substancji zawiera-
jących atomy wodoru. Wśród możliwych do wykrycia metodą
1H MRS substancji znajdują się też m.in. alanina (1,48 ppm), eta-
nol (1,2 ppm), glicyna (3,55 ppm), glukoza (4,63 ppm), glutation
(3,77 ppm), kwas askorbinowy (3,73 ppm, 4,01 ppm oraz 4,50
ppm), mannitol (3,8 ppm), seryna (3,98 ppm, 3,94 ppm oraz 3,83
ppm), walina (1,1 ppm) [4, 12, 28]. Jednak ze względu na małe ich
stężenie w badanych tkankach oraz na fakt, że nie dostarczają
koniecznych informacji diagnostycznych, w standardowych pro-
cedurach nie poddaje się stężeń tych substancji ocenie. Anali-
za pików dla tych substancji wykonywana jest w specyficznych
badaniach naukowych, gdzie badacze specjalnie skupiają się na
obecności lub zmianach stężeń konkretnych substancji.
Literatura
1.
J.M. Tognarelli, et al.:
Magnetic Resonance Spectroscopy: Prin-
ciples and Techniques: Lessons for Clinicians,
J Clin Exp Hepatol,
5(4), 2015, 320-328.
2.
S. Ulmer, M. Backens, F.J. Ahlhelm:
Basic Principles and Clinical
Applications of Magnetic Resonance Spectroscopy in Neuroradiolo-
gy,
J Comput Assist Tomogr, 40(1), 2016, 1-13.
3.
H. Zhu, P.B. Barker:
MR spectroscopy and spectroscopic imaging of
the brain
, Methods Mol Biol, 711, 2011, 203-226.
4.
R.A. de Graaf:
In vivo NMR spectroscopy: principles and techniqu-
es
, John Wiley & Sons, 2007.
5.
V. Mlynarik:
Introduction to nuclear magnetic resonance
, Anal Bio-
chem, 2016.
6.
S. Blüml:
Magnetic resonance spectroscopy: basics
, in
MR Spec-
troscopy of Pediatric Brain Disorders
,
Springer, New York 2013,
11-23.
7.
B. Szuflitowska:
Zastosowanie spektroskopii rezonansu magne-
tycznego w diagnostyce guzów mózgu
, Acta Bio-Optica et Infor-
matica, Medica Inżynieria Biomedyczna, 22(2), 2016, 46-55.
8.
J.H. Kim, et al.:
Comparison of 1.5T and 3T 1H MR spectroscopy for
human brain tumors,
Korean J Radiol, 7(3), 2006, 156-161.
9.
I. Tkac, et al.:
In vivo 1H NMR spectroscopy of the human brain at
7
T, Magn Reson Med, 46(3), 2001, 451-456.
10.
R. Kreis:
Issues of spectral quality in clinical 1H-magnetic resonan-
ce spectroscopy and a gallery of artifacts
, NMR Biomed, 17(6),
2004, 361-381.
11.
M. Cichocka:
Techniki obrazowania rezonansu magnetycznego
(MR)
,
Inżynier i Fizyk Medyczny, 4(6), 2015, 313-318.
12.
V. Govindaraju, K. Young, A.A. Maudsley:
Proton NMR chemical
shifts and coupling constants for brain metabolites,
NMR Biomed,
13(3), 2000, 129-153.
13.
G. Ende:
Proton Magnetic Resonance Spectroscopy: Relevance of
Glutamate and GABA to Neuropsychology
, Neuropsychol Rev,
25(3), 2015, 315-325.
14.
N. Girard, et al.:
MRS of normal and impaired fetal brain develop-
ment
, Eur J Radiol, 57(2), 2006, 217-225.
15.
R.D. Kok, et al.:
Metabolic information from the human fetal brain
obtained with proton magnetic resonance spectroscopy
, Am J Ob-
stet Gynecol, 185(5), 2001, 1011-1015.
16.
C. Limperopoulos, C. Clouchoux:
Advancing fetal brain MRI: tar-
gets for the future
, Semin Perinatol, 33(4), 2009, 289-298.
17.
M. Cichocka, et al.:
Differences in Metabolite Concentrations Be-
tween the Hemispheres of the Brain in Healthy Children: A Proton
Magnetic Resonance Spectroscopy Study (1HMRS)
, J Child Neurol,
31(11), 2016, 1296-1301.
18.
R. Chrzan, M. Tomaszuk, A. Urbanik:
The influence of the men-
strual cycle on the result of brain examination with hydrogen ma-
gnetic resonance spectroscopy – a pilot study
, Neurol Neurochir
Pol, 47(5), 2013, 450-455.
19.
N.J. Girard, K. Chaumoitre:
The brain in the belly: what and how
of fetal neuroimaging?
, J Magn Reson Imaging, 36(4), 2012,
788-804.
20.
L. Story, et al.:
Proton magnetic resonance spectroscopy in the fe-
tus
, Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol, 158(1), 2011, 3-8.
21.
M. Mailath-Pokorny, et al.:
Magnetic resonance methods in fetal
neurology
, Semin Fetal Neonatal Med, 17(5), 2012, 278-284.
22.
E. Brighina, et al.:
Human fetal brain chemistry as detected by
proton magnetic resonance spectroscopy
, Pediatr Neurol, 40(5),
2009, 327-342.
23.
M.H. Baslow:
Brain N-acetylaspartate as a molecular water pump
and its role in the etiology of Canavan disease: a mechanistic expla-
nation
, J Mol Neurosci, 21(3), 2003, 185-190.
24.
V. Rackayova, et al.:
Creatine in the central nervous system: From
magnetic resonance spectroscopy to creatine deficiencies
, Anal
Biochem, 2016.
25.
D. Bertholdo, A. Watcharakorn, M. Castillo:
Brain proton magne-
tic resonance spectroscopy: introduction and overview
, Neuroima-
ging Clin N Am, 23(3), 2013, 359-380.
26.
D. Pugash, et al.:
Magnetic resonance spectroscopy of the fetal
brain
, Prenat Diagn, 29(4), 2009, 434-441.
27.
U. Seeger, et al.:
Parameterized evaluation of macromolecules and
lipids in proton MR spectroscopy of brain diseases
, Magn Reson
Med, 49(1), 2003, 19-28.
28.
A.D. Harris, M.G. Saleh, R.A. Edden:
Edited 1 H magnetic resonan-
ce spectroscopy in vivo: Methods and metabolites
, Magn Reson
Med, 77(4), 2017, 1377-1389.
29.
B. Luscher, T. Fuchs:
GABAergic control of depression-related bra-
in states
, Adv Pharmacol, 73, 2015, 97-144.
30.
T. De Bondt, et al.:
Prefrontal GABA concentration changes in
women-Influence of menstrual cycle phase, hormonal contracep-
tive use, and correlation with premenstrual symptoms
, Brain Res,
1597, 2015, 129-138.
31.
M. Erecinska, I.A. Silver:
Metabolism and role of glutamate in
mammalian brain
, Prog Neurobiol, 35(4), 1990, 245-296.
32.
M. Haris, et al.:
In vivo mapping of brain myo-inosito
, Neuroimage,
54(3), 2011, 2079-2085.
33.
L. Story, et al.:
Myo-inositol metabolism in appropriately grown
and growth-restricted fetuses: a proton magnetic resonance spec-
troscopy study
, Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol, 170(1), 2013,
77-81.
34.
D.P. Soares, M. Law:
Magnetic resonance spectroscopy of the
brain: review of metabolites and clinical applications
, Clin Radiol,
64(1), 2009, 12-21.
